１. 病毒滴度的變化：接種病毒后，動物肺組織PVM?RT-PCR檢測可檢出病毒，病毒滴度在感染后３天達到高峰，并可維持至７日，隨后滴度下降。

２. 感染動物體重較之未感染動物體重下降，動物多出現豎毛，弓背等癥狀。嚴重者體重下降，行動出現遲緩，耳及尾可見紫紺，震顫，處于瀕死狀態。用于藥效評價實驗時，應控制感染劑量，降低因感染出現的急性死亡（４日內）。６~７日的死亡率可作為藥效評價的指標。

３. 病理損傷以充血、出血、肺組織水腫以及炎細胞浸潤為標準，應測定肺間隔，以及肺通氣水平，進而評估肺呼吸能力。

４. 炎癥因子重點關注IL-1β，IL-6，IL-18，MCP-1，IFN-γ等。

進行人類RSV 肺炎感染研究，國內外推薦使用PVM做替代實驗。PVM的毒株不同，實驗動物的品系不同，動物的臨床表型也會存在差異。本模型的表型與國外進行的模型研究表型相似，在急性期的死亡率較低，有較長的臨床治療的窗口，可用于免疫治療的療效評價。

PVM為低于人間傳染病名錄三級安全風險的病原，人類感染的風險低，但不排除對免疫功能缺陷者的致病性。

PVM是嚙齒類實驗動物必須排除的病原體，對動物有致病性。會干擾其他實驗研究。

鑒于此，此感染實驗必須在BSL-2級以上的生物安全實驗室進行病原學實驗，在ABSL-2實驗室進行動物實驗。

1、 鑒定、病原學檢查信息

使用肺組織定量PCR的方法可以進行組織病毒滴度的評價。測定方法參考團體標準《實驗動物PVM的核酸檢測方法》，或使用文獻支持的下列引物：

PVM -F 5′-GCCTGCATCAACACAGTGTGT-3′;

PVM -R 5′-GCCTGATGTGGCAGTGCTT-3′

測試需和組織內參基因表達做均一化處理，如使用GAPDH做內參。

表達水平的結果如下圖所示：

圖示：小鼠感染PVM７天后肺組織PVM?RNA水平（參比GAPDH做均一化處理）。

C:未感染對照，IN-C：感染對照，IN-A，IN-F：兩個處理組。

表達水平還可經免疫組化進行分析，使用PVM大鼠免疫血清進行小鼠肺組織PVM免疫組化染色，和上圖對應的示例圖如下：

小鼠感染PVM病毒后組織PVM免疫組化。

A:未感染對照，Ｂ：感染對照，Ｃ，Ｄ：兩個處理組。

2、 表型分析

３周齡BALB/c小鼠感染PVM后，可見體重較對照組體重下降，如下圖所示：

圖示：BALB/c ３周齡小鼠感染PVM體重變化

Control：未感染動物；NS：生理鹽水處置感染動物；GL：某藥物治療組。

感染動物在感染３日后出現豎毛，弓背等癥狀。嚴重者體重下降，出現行動遲緩，耳及尾部可見紫紺，震顫。如下圖所示：

3、 病理表型

動物感染３~７日，肺組織可見充血水腫，組織病理可見肺間隔增寬，肺組織內血管充血，出血，偶見炎細胞浸潤。如下圖所示。

實驗材料

實驗動物為SPF級BALB/c小鼠，感染癥狀等與性別無明顯關系，感染優選３周齡小鼠。

實驗使用毒株為ATCC來源PVM毒株（VR-25）。

實驗環境

ABSL－２實驗室，

使用負壓IVC飼養動物

使用AII型生物安全柜更換動物墊料，并進行感染等操作。

實驗操作規程：

病毒擴增：在BSL-2實驗室進行病毒擴增，并使用TCID50法測定病毒滴度

使用1,000TCID50／只動物進行滴鼻感染

監測動物臨床表征變化

監測動物死亡率

動物處理倫理：

動物感染實驗，動物的痛苦不可避免，應按照倫理審查確定研究的科學性，并根據研究需要減少動物的使用。

來源文獻：Zika Virus Infection in Tupaia belangeri Causes Dermatological Manifestations and Confers Protection against Secondary Infection.

PMID:30728253

DOI:10.1128/JVI.01982-18